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Umfrage: Bin ich zu detailgeil?
   (Gestartet: 28.04.2016 20:24 - zeitlich unbegrenzt)

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AutorBeitrag
Ex-Träumer
  Geschrieben: 28.04.16 20:24
Ich interessiere mich sehr für die Pharmakologie von Substanzen - welche Vorgänge bei Einnahme im Körper stattfinden. (Wie die Rezeptorenbindung ist, ob etwas ein Agonist ist oder einen Transporter hemmt oder oder etc...)

Beim Anblick einer solchen Tabelle mit Rezeptortypen/Transportproteinen mit Angaben in Zahlen als "pKi" + "SEM" dahinter, wusste ich zwar dass es sich hierbei um Daten zur Bindungsaffinität handelt, aber nicht wie man sie auswertet. SEM wird wahrscheinlich die max. Messabweichung in den Versuchen sein!?
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Hab ich Off-Topic schonmal in einem anderen Thread gefragt. Folgendes hat dann einen Teil der Fragen beantwortet:

Zitat:
Ki is the dissociation constant. It measures the affinity of the drug for a receptor. You can think of the Ki as the concentration where 50% of the receptor population will be occupied by the drug. So if you have two Ki values and one is higher, the drug has higher affinity for the site with the lower Ki (because binding requires a lower concentration of the drug).

To make it easier to compare multiple Ki values at the same time, they are sometimes given as the pKi, which is the negative log of the Ki. For pKi, affinity increases as the value increases. The pKi is a useful way to compare affinity values based on how many orders of magnitude they are different (because binding occurs on a log scale, not a linear scale). So if two pKi values are (for example) 8.5 and 9.5, then you know there is an order of magnitude (ie, 10-fold) difference between the values.

Giving affinity values as log values allows you to easily compare selectivity. If the difference between pKi values is >2, then it means the drug has some selectivity for the site with the higher pKi. The intensity of a drug effect is determined by how many receptors are occupied, and so a difference of 2 between pKi values can be equivalent (as an example) to going from about 10% to about 90% occupation.


Ich übersetze es mal, so weit ich kann. Sprachlich zumindest. Denn der Sinn mancher Aussagen ist mir trotzdem noch nicht so ganz klar geworden.

Ich schrieb:
Ki ist die Dissoziationskonstante. Sie gibt die Affinität eines Stoffes zu einem Rezeptor an. Man kann sich das so vorstellen, dass die Ki die Konzentration ist, wo 50% der vorhandenen Rezeptoren belegt werden.

Um den Vergleich mehrerer Ki-Werte zugleich etwas zu vereinfachen, werden sie manchmal als pKi angegeben, das Negativ der Ki.
Bei pKi ist bei einem höheren Wert von einer höheren Affinität auszugehen.
Der pKi ist ein nützlicher Weg, die Affinitäten zu vergleichen, also in welcher Größenordnung sie sich unterscheiden (weil es auf einer "Log-Skala" statt einer "linearen" angegeben ist).
Wenn also 2 pKi-Werte zum Beispiel 8.5 und 9.5 sind, dann weiß man dass es einen Unterschied in der Größenordnung (bei 10 Stufen?!) beider Werte gibt.

Affinitätswerte als "log Werte" ermöglichen den einfachen Vergleich der Selektivität. Wenn der Unterschied zwischen pKi-Werten >2 ist, dann heißt das, der Stoff hat eine gewisse Selektivität zum Rezeptor mit dem höheren Wert.
Die Intensität des Effektes hängt davon ab, wieviele Rezeptoren belegt werden. So kann ein Unterschied von 2 zwischen pKi Werten equivalent zu 10% bis 90% Bindung sein.


(Etwaige Übersetzungsfehler bitte anzeigen!)


Doch noch ein Paar verständnisfragen, bitte um eine einfachere Erklärung von Sachkundigen oder weniger begriffsstutzigen als mir:

- Was ist mit "log scale" oder "linear scale" gemeint?

- Und das kursiv geschriebene am Ende der Übersetzung hab ich sinngemäß auch noch nicht so ganz verstanden. Das mit dem Unterschied von 2 und den 10-90%...

- Wie wäre das bei folgender Tabelle zu LSD, auf Wikipedia gefunden:
Spoiler:
LSDaffinities.png
(Die ist genau gegenteilig zu deuten, wie die erste, weil kein pKi sondern als Ki angegeben. Je höher also der Balken, desto geringer die Affinität.)

Warum gehts auf der senkrechten Achse ausgerechnet bis 500 hoch? In "nM" angegeben -> gleichbedeutend "nmol/l"?

- Kann jemand vereinfacht das Vorgehen erklären, wie solche Werte ermittelt werden? Wahrscheinlich in vitro im Labor?!

- Gibt es für Ki/pKi im Deutschen andere Kürzel oder sind das universelle Bezeichnungen?

- Wie heißt eine solche Tabelle? Wonach muss man googlen, wenn man für einen bestimmten Stoff solche Daten möchte?

Ich weiß, im Endeffekt werde ich eh nur sagen können, wirkt stark auf diesen und schwach bis gar nicht auf jenen. Möchte aber die Zusammenhänge besser verstehen wie die Versuche aussehen und wie man anhand ermittelter Werte Aussagen treffen kann wie: "wirkt doppelt so stark als NARI wie als DRI" oder sowas.

Greetz
 
Abwesender Träumer



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  Geschrieben: 28.04.16 20:47
Foerkel schrieb:
- Was ist mit "log scale" oder "linear scale" gemeint?


Logarythmische oder lineare Skalen. Die log scale entwickelt sich exponentiell, die linear scale linear.

Order of magnitude heißt Größenordnung. One order of magnitude more heißt: 10 mal so viel. Also 1mg statt 100ug, 10mg statt 1mg usw. Der Unterschied zwischen dem Gewicht eines durchschnittlichen Haushuhns und eines T. rex ist also 3 orders of magnitude.
You know what a miracle is. Another world's intrusion into this one.
Where revolutions break out spontaneously and leaderless, and the soul's talent for consensus allows the masses to work together without effort, automatic as the body itself.
Abwesender Träumer



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  Geschrieben: 28.04.16 21:04
Zitat:
SEM wird wahrscheinlich die max. Messabweichung in den Versuchen sein!?


SEM heißt Standard error of the mean (Standardabweichung).

Foerkel schrieb:
- Und das kursiv geschriebene am Ende der Übersetzung hab ich sinngemäß auch noch nicht so ganz verstanden. Das mit dem Unterschied von 2 und den 10-90%...


Das Beispielt heißt, dass eine Beispielsubstanz mit einem pKi Wert von 1 eine Rezeptorbindung von 10% hat, eine Veränderung den pKi Wertes auf 3 eine Rezeptorbindung von 90% hätte.

Zitat:
- Wie wäre das bei folgender Tabelle zu LSD, auf Wikipedia gefunden:
Spoiler:
Bild: https://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/6/69/LSDaffinities.png
(Die ist genau gegenteilig zu deuten, wie die erste, weil kein pKi sondern als Ki angegeben. Je höher also der Balken, desto geringer die Affinität.)

Warum gehts auf der senkrechten Achse ausgerechnet bis 500 hoch? In "nM" angegeben -> gleichbedeutend "nmol/l"?


Die Messwerte sind größer als 500. Da so hohe Ki Werte aber mehr oder wenig unbedeutend sind (die Bindung ist zu schwach) hat man (der Autor der Tabelle) gesagt, dass die Lesbarkeit besser ist, wenn man die y-Achse bis dahin begrenzt. Das ist eine willkürliche Festlegung. Ki Werte sind in der Einheit Mol angegeben.

Zitat:
- Wie heißt eine solche Tabelle? Wonach muss man googlen, wenn man für einen bestimmten Stoff solche Daten möchte?


Die in der Tabelle dargestellten Werte heißen "Binding affinity". Aber die Interpretation dieser Werte ist schwierig, da brauch es ein bisschen mehr Wissen als 3 Wikipedia Artikel einem vermitteln können. Es gibt ja noch mehr Faktoren die die Wirkung eines Stoffes beeinflussen. So richtig reproduzierbar sind die Messwerte auch nicht.
He complained: "Tony left me with a pile of Hendrix LPs and some dope."

Touching from a Distance
Abwesender Träumer



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  Geschrieben: 28.04.16 21:08
Receptor affinity scales nennen die sich
 
Moderator



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  Geschrieben: 28.04.16 21:23
Hallo Foerkel,

ich beantworte Deine Fragen, so gut es mir möglich ist.

Foerkel schrieb:
Was ist mit "log scale" oder "linear scale" gemeint?

Eine lineare Skala ist beispielsweise ein Maßband, da die Schritte den gleichen Abstand haben.
Ein Maßband als logarithmische Skala würde in Zehnerpotenzen darstellen. Das heißt: Wenn der erste Strich bei einem Zentimeter wäre, wäre der nächste bei zehn, der darauffolgende bei 100, ... 1000, etc.
So zeigt beispielsweise das Diagramm am Ende Deines Posts mehrere lineare Skalen.
Um nicht mit so riesigen Zahlen hantieren zu müssen, wird das ganze logarithmiert. Das erleichtert einen Vergleich.
Im Prinzip ist das äquivalent zur Darstellung von Ks-Werten (Säurekonstanten) als pKs-Wert. Den pKs-Wert kann man auch in den pH-Wert umrechnen. Möglicherweise ist etwas ähnliches bei pKi-Werten möglich.

Foerkel schrieb:
Und das kursiv geschriebene am Ende der Übersetzung hab ich sinngemäß auch noch nicht so ganz verstanden. Das mit dem Unterschied von 2 und den 10-90%...

Da ein Unterschied von 2 (also z.B. zwei unterschiedliche pKi-Werte: 2 und 4) zwei Zehnerpotenzen impliziert, stellt das einen riesigen Unterschied dar.

Foerkel schrieb:
Kann jemand vereinfacht das Vorgehen erklären, wie solche Werte ermittelt werden? Wahrscheinlich in vitro im Labor?!

Ich habe mal mit Hauselv gesprochen und er hat mir gesagt, dass das, was ich im 5-MeO-DALT-Thread gemutmaßt habe, abgesehen vom Zentrifugieren, größtenteils richtig ist. Ich fasse zusammen:
Am Computer werden die Rezeptoren "nachgebaut" und dann in ein Gefäß mit dem Substrat überführt. Anschließend wird elektrochemisch oder per Fluoreszenz ermittelt, wieviel % der Rezeptoren besetzt sind.
Der Ki-Wert wird dann über die Konzentrationen berechnet.

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L steht hier für den Liganden (die Droge), P für das Protein (den Rezeptor) und LP für ein am Rezeptor gebundenes Molekül.
Man sieht: die Gleichung ähnelt dem Massenwirkungsgesetz, allerdings steht das Produkt im Nenner und die Edukte im Zähler. Daraus folgt, dass je kleiner der Wert ist, desto höher die Bindungsaffinität.

Foerkel schrieb:
In "nM" angegeben -> gleichbedeutend "nmol/l"?

nM steht für nanomol (aber nicht pro Liter)

Foerkel schrieb:
Gibt es für Ki/pKi im Deutschen andere Kürzel oder sind das universelle Bezeichnungen?

Ich denke, dass Ki und pKi die am weitesten verbreiteten Bezeichnungen sind. Aber wie Du der Formel entnehmen kannst, wird es auch aus Kd (d für dissociation) bezeichnet.

Foerkel schrieb:
Wie heißt eine solche Tabelle? Wonach muss man googlen, wenn man für einen bestimmten Stoff solche Daten möchte?

Das weiß ich leider nicht, habe aber eine Datenbank gefunden, die Werte für mehr al eine halbe Million Substanzen hat.

Falls Du noch Fragen hast, möchte ich Dir folgende Wikipedia-Artikel empfehlen:

Behandelt die experimentelle Bestimmung der Bindungsaffinitäten
und
Erklärt die Ki-Werte genauer

Freundliche Grüße
Neopunk

Edit: Hui, in der Zeit, die ich für das Verfassen des Posts gebraucht habe, haben schon ein paar andere Leute geantwortet..
"Kleinbürgerlich biegen die Rechten,
das bürgerliche Recht zum eigenen Besten,
Spielen die Opfer, in weissen Westen,
geschneidert aus tiefbraunen Uniformresten."

Arbeitstitel Tortenschlacht - Ernst der Lage
Moderator

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  Geschrieben: 29.04.16 12:22
Hey, ich antworte auf das Technische Nachher oder so noch einmal wenn ich etwas Zeit habe.
 
Ex-Träumer
  Geschrieben: 29.04.16 14:51
M steht im Laboralltag häufig für die Molarität, also mol/l. Daher ist nM = nmol/l durchaus korrekt. Es handelt sich um eine veraltete Schreibweise und gehört nicht im eigentlichen Sinne zum SI-System. Trotzdem wird sie weiterhin viel verwendet.
 
Moderator

dabei seit 2009
1.498 Forenbeiträge

  Geschrieben: 29.04.16 18:12
zuletzt geändert: 01.05.16 16:21 durch Hauselv (insgesamt 1 mal geändert)
Eine Möglichkeit:

Der Bioinformatiker Weg.

Man moduliert am PC den Rezeptor (ein Rezeptor ist ein Protein und besitzt eine Sequenz von Aminosäuren, die auch die Form des Proteins bestimmt. Am Schluss hat man eine Art 3D Modell von dem Rezeptor). Die Alogorithmen die Faltungen berechnen sind noch recht neu und nicht zu 100% richtig. Wenn man Glück hat, uns es sich um bekanntere Proteine handelt gibt es schon eine Struktur die per Röntenkristallstrukturanalysen oder ähnlichem erforscht worden ist.

Als zweiten schritt nimmt man seine zu testen Moleküle, zB Drogen oder andere Liganden. Diese besitzen verschiedene Elektronendichteverteilungen.... Stellt euch das am besten wie verschiedenen Knubbel vor, die verschiedene Eigenschaften haben. Abstoßend (wie Magneten), klebrig, anziehend..usw)

Der dritte Teil bestimmt aus einer Simulation.

Hier wird nun per Algorithmus berechnet, wo und wie stark der Liganden am Target binden kann. Dies hängt sehr stark von der Elektronendichteverteilungen ab und von den Seiten Gruppen als auch von der Form. Ein bisschen wie das Laienhaft immer als Schlüssel Schloss Prinzip erklärt wird.
Diese Techniken sind teilweise noch nicht perfekt und brauchen unvorstellbare Rechenpower. Der Vorteil ist man braucht kein Labor und hat deswegen keine Kosten dafür..

Werde später noch auf Wet Lab Lösungen eingehen, gerade wird der Vortrag bei dem ich atm bin wieder spannend


Option 2, der alte bzw modifiziert der neue Weg.

Man nimmt seinen Rezeptor und verknüpft den mit einer Membran. Das heißt man hat nun ein Stück Nylon Membran (wie ein Stück Papier) auf der dann der Rezeptor in einer bestimmten Menge aufgebracht ist, Den Rezeptor kann ich in Bakterien mir *züchten* oder ich isolier ihn mir aus irgendwelchen Zellsuppen, da wo er halt vorkommt.

Als nächstes nehme ich meinen Ligand (also meine Droge) und *label* (=markiere) sie mit einem Radioisotop (altmodisch) oder mit einem Fluoreszenz Farbstoff (so man man das meistens heute).

Nun lässt man bestimmte Konzentrationen von dem Liganden eine definierte Zeit mit den Rezeptoren auf der Membran reagieren. Die nicht gebunden Liganden werden gewaschen und nur jede, die auch gebunden haben, bleiben bei den Rezeptoren auf der Membran. Vermutlich wird man nun den Ligand Rezeptor Komplex ablosen in dem man den Crosslink zerstört, was dann weitere Bearbeitungen einfacher macht, aber würde vermutlich auch ohne gehen.

Im Falle von Radisotopen könnte ich nun einfach die Strahlung messen um dann zu wissen, wie.viel Ligand gebunden hat, bei welcher Konzentration.

Mit der fluoreszenz ist es ähnlich, man leuchtet halt das Zeug mit der richtigen Wellenlänge an (so bisschen wie mit UV Licht in der Disco) und je nachdem wie stark es leuchtet, ist so und so viel Ligand gebunden.

Strahlung (und dmait auch Licht) lassen sich extrem genau detektieren, viel viel besser als man so etwas per Wiegen könnte. Deswegen versucht man ja Licht auch in PC Chips zu integrieren, benutzt für so gut wie alles Laser und es gibt wunderbare Detektoren die noch einzels Photon messen kann. Auch sind Bindungen zwischen solchen Enzymkomplexen so stark, das man die nicht einfach durchs zentrifugieren lösen kann. Man darf sich das nicht so mechanisch vorstellen.


Option 3

Fluorescence Resonance Energy Transfer (FRET)

Eigentlich ähnlich wie oben, nur das der Rezeptor noch nicht einmal irgendwie gebunden sein muss. Dafür werden beide Moleküle mit einem *label* versehen, nämlich wie zwei verschiedenen Fluoreszenz Farbstoffen.

Zb. einmal Grün und einmal Rot. Grün wäre jetzt am Ligand, Rot an unserem Rezeptor.

Wieder lässt man die ganze Brühe in verschiedenen Konzentrationen reagieren und bestrahlt sie dann mit Licht bestimmter Wellenlänge. Die Wellenlänge regt aber nur einen Farbstoff an, den anderen nicht.
Das würde jetzt in unseren Fall bedeutet, das nur der Ligand Grün leuchten würde, wenn wir dafür das passende Licht benutzen, die Energie reicht aber nicht für den Roten.

Es sei denn Ligand und Rezeptor sind verbunden. Dann kann der sogenannte *Fluorescence Resonance Energy Transfer * auftreffen und die Energie wird weitergegeben und auch Rot leuchtet. Damit kann ich dann sehr einfach sehen, welche (und damit wie viele) Rezeptoren einen Liganden tragen.

Gibt noch viele andere halbwegs nette Techniken, aber denke das reicht erst einmal. Muss auch nochmal klar machen, das wir bei uns im Lab zwar auch mit Proteinen arbeiten, ich gehöre aber nicht dazu. Stel euch das ganze wie nen Kindergarten vor. Es gibt Lego, Duplo, Playmobil und Mindcraft usw. Ich spiele Lego und Mindcraft, aber kein Duplo ;)
 

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